Calle 134 y Ave 25 |CP 11600| Playa, La Habana, Cuba

(53) 7208 5611/ 7208 7811 gerente@cie.cu

Preguntas Frecuentes

Sobre los Laboratorios SUMASobre los Equipos SUMA

1. ¿Cuáles son las soluciones desinfectantes óptimas para el tratamiento del material reutilizable en los laboratorios SUMA?
Fundamentalmente debe usarse alcohol al 70% (neutraliza sin dificultades al VIH en breve tiempo) e hipoclorito de sodio. Los preparados de hipocloritos deben ser frescos y contener 1 gr/litros para uso general y 10 grs/litros para sangre derramada. El glutaraldehído puede ser utilizado para las superficies.

2. ¿Qué procedimiento emplear en la limpieza del material reutilizable (puntas, viales ó tubos y placas de dilución) en el laboratorio?
El material reutilizable debe mantener sus propiedades físicas y químicas, de manera que ofrezcan confiabilidad y seguridad en el trabajo posterior del laboratorio, para lo cual es necesario seleccionar el procedimiento adecuado según la naturaleza del material. Los procedimientos de esterilización y descontaminación más utilizados son:
1-Esterilización por autoclave.
2-Descontaminación con desinfectantes químicos.
Procedimiento
1-Esterilizar el material en autoclave a 121 ºC durante 20 minutos a una atmósfera de presión.
2-Retirar el material esterilizado de la autoclave y dejar a temperatura ambiente durante 1 hora para evitar cambios en la geometría del material por un acelerado enfriamiento.
3-Depositar en un recipiente con NaOH a 0.1 N durante 48 horas, con el objetivo de eliminar todo residuo de proteína depositado en las paredes de las puntas y del material.
4-Eliminar la solución de NaOH por decantación y realizar 3 lavados con agua caliente (56 a 90 ºC) para lograr una limpieza eficiente.
5-Añadir una solución de HCl al 0.1 % para neutralizar cualquier residuo de NaOH en el material. Dejar en reposo 48 horas.
6-Extraer por decantación la solución de HCl.
7-Lavar con agua para eliminar los residuos de ácido.
8-En el caso de la cristalería lavar con detergente industrial y utilizar hisopos adecuados.
9-Agitar con una varilla de vidrio las puntas y el resto del material para garantizar una limpieza eficiente.
10-Decantar la solución de detergente  y lavar con suficiente agua.
11-Lavar con agua destilada y secar el material en estufas de 60 grados durante 24 a 48 horas.
El tratamiento con NaOH y HCl se debe realizar preferiblemente en gabinetes de seguridad para productos tóxicos con extracción de vapor.
La solución de HCl y NaOH e hipoclorito deben ser sustituidas cada vez que se comience un nuevo ciclo de lavado, pues puede ser neutralizada  por la sangre y otros materiales orgánicos presentes.

3. ¿Qué procedimiento emplear en la eliminación del material de desecho?  
Esto se realizará según las Normas de disposición final de desechos peligrosos de cada país.

4. ¿Cuáles son las características físico-químicas del agua destilada óptima para las técnicas del sistema ultramicroanalítico?
El agua empleada debe ser fundamentalmente agua destilada de grado farmacológico en bolsas, frascos, ó a granel  y que posea un PH de 5 -7 y conductividad <2 μS.

5. ¿Cómo influye en la calidad de los resultados una muestra conservada inadecuadamente?
Este tipo de muestra puede generar falsos positivos ó negativos en dependencia del analito en cuestión. Falsos negativos pueden ocurrir en las pruebas que determinen hormonas y Anticuerpos IgM, falsos positivos en la determinación de AFP y Anticuerpos del tipo IgG que han sido expuestas a condiciones extremas de altas temperaturas.

6. ¿Puedo trabajar con sueros inactivados a 56 ºC para evaluar muestras por el sistema  SUMA?
No. La inactivación del suero degrada algunos analitos de interés y activa otros componentes que pueden falsear el resultado.

7. ¿Cómo efectuar un lavado ó limpieza preventiva al lavador?
Se prepara una solución concentrada R1 (Buffer TRIS) preparada con un frasco de 25 ml de R1 hasta 250 ml de agua destilada. Se vierte el contenido al frasco del Buffer del lavador y con la opción cebar se procede a limpiar todo el sistema.  Después de agotado el contenido, se debe CEBAR con 250 ml de agua corriente y posteriormente con la misma cantidad de agua destilada.

8. ¿Cuál es la frecuencia de calibración de las pipetas, para asegurarme que no causan errores de exactitud y precisión?
Deben ser calibradas mensualmente ó según especifiquen las instrucciones del fabricante y los procedimientos normalizados de operación del laboratorio. La pipeta multicanal debe ser comprobada en todos sus canales ó puntas y en los volúmenes que se emplean  habitualmente en el laboratorio.

9. ¿Por qué se deben cebar los reservorios y el lavador?
El lavador debe ser cebado al iniciar el trabajo con solución de trabajo R1 para limpiar el sistema de mangueras y peines, evitando que queden burbujas en el sistema que puedan ocasionar una disminución del volumen a dispensar. Al terminar la jornada de trabajo el equipo lavador debe cebarse con agua destilada para evitar que las sales que forman parte de la solución de lavado provoquen tupiciones en el sistema.

10. ¿El ensayo HBsAg Confirmatory Test confirma la presencia del virus de la hepatitis B ?
No, el ensayo HBsAg Confirmatory Test solo confirma la presencia del antígeno de superficie de la hepatitis B en una muestra que ha resultado reiteradamente reactiva con el ensayo UMELISA HBsAg PLUS.

11. ¿Se debe usar siempre material nuevo para el procesamiento de muestras y reactivos?
Es lo ideal y lo más idóneo para disminuir la contaminación. Se pueden usar reservorios marcados e identificados para el reactivo en cuestión y dedicados solo para ese uso. Las puntas pueden ser reutilizadas, pero bajo la condición que estén bien lavadas, secas y sin restos de  jabones y detergentes, ya que estos pueden  contaminar las soluciones.

12. ¿Cómo influye la temperatura en los resultados de los ensayos?
La temperatura actúa en los diferentes pasos de la reacción, por lo que existe relación entre los resultados finales y la temperatura.
Si es un ensayo que necesita incubación  a 37 ºC y la temperatura es superior, se acelera la reacción y los valores de fluorescencia de mis muestras y controles tienden a dar más elevados, si por el contrario la temperatura es inferior a 37 °C ocurre el proceso inverso.
En la mayoría de los ultramicroelisa la incubación del sustrato se efectúa a temperatura ambiente, si ésta se encuentra por encima de los 25 °C se acelera la velocidad de la reacción enzimática y se necesita un tiempo menor para obtener la óptima señal de fluorescencia de los controladores. En caso contrario, la temperatura actúa disminuyendo la velocidad de la reacción, esta se hace mucho más lenta y se necesita más tiempo para obtener los valores óptimos de los parámetros de los ensayos.

13. ¿Qué hacer cuando tengo que lavar varias placas al mismo tiempo?
Cuando hay que lavar varias placas a la misma hora, se recomienda dar un ciclo de lavado inicial para interrumpir la reacción ags-acs en todas las placas y después continuar con los ciclos restantes. Esto asegura detener la reacción ags-acs prácticamente al mismo tiempo que establece el instructivo para el ensayo en cuestión.

14. ¿Cuál es la principal causa de suero control positivo bajo en un ensayo   cualitativo?
La principal causa es temperatura baja de la incubadora y la neutralización del conjugado. En el caso de conjugados anti IgG/fosafatasa alcalina, este fenómeno se presenta a  partir de puntas contaminadas o que han sido empleadas anteriormente para trabajar muestras de suero ó plasma, apertura del tapón de este reactivo con guantes que pueden tener resto de suero humano, micro partículas de saliva que pueden contener IgG ó reactivo que ha estado expuesto a una conservación fuera de la temperatura recomendada. En el caso del conjugado estreptavidina /fofatasa alcalina debe prestarse especial cuidado en su manipulación y evitar contaminar el frasco del control positivo,  anticuerpo biotinilado y conjugado estreptavidina/fosfatasa alcalina. En ocasiones en el UMELISA Dengue IgM se puede producir inestabilidad del antígeno por una reconstitución inadecuada (agua destilada con las características no requeridas, empleo del suero de carnero del UMELISA HIV Recombinant  y uso después del tiempo de estabilidad requerido para el antígeno del dengue).

15. ¿Por qué se deben usar puntas nuevas ó específicas en el dispensado del conjugado de los ensayos que usan anti-IgG humana?
Se deben tomar todas las precauciones necesarias al trabajar con el conjugado anti-IgG para preservar la estabilidad del mismo, ya que este se inactiva fácilmente por acción de la IgG presente en la saliva, sudor u otros fluidos humanos, guantes y puntas con restos de suero.

16. ¿Por qué ocasionalmente, obtengo un número de muestras reactivas, por encima de lo esperado con el estuche del UMELISA HBsAg PLUS?
Este ensayo se trabaja con las muestras puras, para mejorar la detectabilidad ó sensibilidad analítica y poder  detectar la menor concentración del antígeno de superficie del virus de la hepatitis B  presente en la muestra. En este ensayo se puede presentar el fenómeno de arraste por contaminación o carry over, que se produce cuando se transfiere antígeno de superficie desde un pocillo con una muestra altamente positiva al HBsAg al pozo contiguo. Esta contaminación se produce en el paso de adición del anticuerpo biotinilado al emplear las mismas puntas en todas las tiras ó por efecto  del peine de aspirar del lavador en el paso de lavado de la muestra. Es muy frecuente encontrar este efecto en placas que poseen muestras del grupo de vigilancia epidemiológica (nefrópatas, hemodializados y grupos de individuos de poblaciones con alta prevalencia).

Para prevenirlo debo tomar las siguientes precauciones:
Cambiar las puntas por cada tira en el momento de adicionar el anticuerpo biotinilado, y  procesar en un set de tiras por separado las repeticiones de los casos positivos saturados (210 u.f.) del resto de los positivos.

17. ¿Cuántos ponches útiles puedo sacar de una muestra de sangre colectada sobre papel de filtro?
Está en dependencia de la calidad y el tamaño de la mancha de sangre en el papel de filtro. Si la mancha está bien tomada y ocupa todo el diámetro de un  círculo de 1 cm se pueden tomar de 4 a 5 ponches de la misma mancha. Cuando la mancha es más pequeña que el diámetro del círculo (pero mantiene buena calidad), entonces se podrán tomar de 2 a 3 muestras.

18. ¿Qué importancia tiene el control de la temperatura a 62 °C en PKU?
Es una reacción química en la cual se necesita una temperatura entre 60 y 64  °C, se recomienda establecer 62  °C como temperatura intermedia. Es importante asegurar la estabilidad de la temperatura en este rango, ya que este parámetro es esencial para que se produzca la reacción entre la Ninhidrina y la fenilalanina. Temperaturas inferiores y superiores a este rango pueden originar rechazo del ensayo por bajos ó altos valores de fluorescencia respectivamente, en los valores de fluorescencia de curva, muestras y controles.

19. ¿Dónde es más apropiado hacer la medición de la temperatura para el ensayo de PKU?
La temperatura debe medirse siempre dentro de la cámara húmeda donde se colocan las placas de reacción. No es válido el valor de temperatura que se obtiene de la medición de otra área de la incubadora. Se recomienda usar cámaras metálicas preferentemente porque permiten alcanzar y mantener más estable la temperatura necesaria para este ensayo.

20. ¿Puede haber una muestra con valor de fluorescencia 0 (cero) en los resultados de los UMELISA Y UMTEST?
No deben obtenerse muestras con valores de fluorescencia en cero, siempre existe algo de fluorescencia en las muestras. Las muestras con fluorescencias en cero pueden ser resultado de una placa leída sin previa codificación, cuando se solicita leer menos tiras que las que necesita. Si después en la codificación incorporó más tiras que las leídas las últimas muestras tendrán resultados de fluorescencia en cero.

21. ¿En el UMTEST PKU pueden obtenerse muestras con concentraciones en cero?
Pueden presentarse varias muestras con concentraciones en cero en una misma corrida, debido a que la curva que está predeterminada en la configuración del ensayo es interpolación lineal-semilogarítmica, en este caso debemos de activar en el software el ajuste de interpolación lineal y recalcular la placa de resultados. Aún así pudieran obtenerse muestras con estas concentraciones si el calibrador cero resulta contaminado ó con valores de fluorescencia mayores que lo habitual. En este caso se sugiere que estos resultados se informen como “menor de 30 μmol/L” que es la detectabilidad del ensayo.

22. ¿Cómo realizar la instalación de un nuevo ensayo en el Software SRS ?
Para realizar la instalación  de un nuevo ensayo debemos ir a la opción “Configuración”, ahí seleccionar la opción “Ensayos Instalados”, abrir la carpeta donde se encuentre el ensayo que deseo instalar, seleccionar el mismo y posteriormente guardar el cambio en el icono habilitado al efecto.

23. ¿Qué causas pueden influir en la obtención de blancos y negativos altos en los ensayos UMELISA?
Los negativos altos pueden ser causa de: funcionamiento inadecuado del lavador (aspiración defectuosa, mesa del lavador inclinada, dispensa menos volumen del recomendado), cámaras de incubación seca o no hermética, sustrato hidrolizado, estuches deteriorados por inadecuada conservación y características inadecuadas del agua destilada a emplear en el procedimiento técnico del ensayo.

24. ¿Por qué en el esquema de control de calidad externo obtengo índices de variación discordantes?
En este caso se puede estar incurriendo en un error sistemático ó aleatorio. Ante esta situación se debe verificar las pipetas de precisión, calibración de los instrumentos, equipos de medición, conservación de los reactivos, errores en la manipulación de muestras y controles, no configuración de los parámetros de los ensayos y otros relacionados con la organización del trabajo en el laboratorio.

25. En la técnica UMTEST PKU se obtienen rechazo de placas por valores de fluorescencia muy altos en la curva de calibración, suero control interno y muestras ¿Qué causas pueden influir en estos resultados?
Las causas que pueden influir son: evaporación excesiva del eluato, temperatura de la incubadora mayor de 64 ºC, cámara con inadecuada cantidad de agua y que no cierran herméticamente, placa de reacción muy pegada a la tapa superior de la cámara.

26. ¿Qué causas influyen en un incremento de la reactividad en los ensayos cualitativos?
Las causas que pueden incrementar la reactividad en los ensayos cualitativos son: inadecuada calidad de la muestra (muestras mal conservadas, contaminadas con microorganismos, con restos de fibrina y sobrecalentadas previamente), contaminación del control positivo del ensayo, deficiente lavado de la placa, material contaminado  y la presencia del fenómeno de contaminación por arrastre en el UMELISA HBsAg PLUS.

27. ¿Por qué se obtienen valores bajos de la curva de fluorescencia en el UMTEST GAL?
Se pueden obtener valores  bajos de fluorescencia en el UMTEST GAL cuando: no empleo los reactivos de acetona y metanol con la pureza requerida, si se prepara la mezcla de los solventes orgánicos (metanol/acetona/agua) en recipientes plásticos de polivinilo que pueden reaccionar con el mismo, se emplea un agitador de placa con muy baja velocidad de agitación, se tapa la placa de dilución en el paso de incubación de los ponches con la mezcla acetona-metanol-agua, si la temperatura de incubadora está por debajo de 37ºC, preparación más diluida de la mezcla enzimática y tiempo de lectura de la placa después de los 15 minutos de haber transferido a la misma e incorrecto funcionamiento del lector de placas.

28. ¿Qué causas pueden influir en que no exista reproducibilidad de los resultados de concentración en una misma muestra?
La causa más frecuente de no reproducibilidad de los resultados, es el empleo de pipetas imprecisas,  mala manipulación del operario, contaminación del material empleado así como en los peines del lavador, heterogeneidad en la muestra de sangre seca como resultado de una inadecuada colecta, deficiente homogenización de la muestra y del eluato, curva deteriorada por inadecuada conservación (humedad y temperatura), uso de la misma después de la fecha de vigencia y lector descalibrado.

29. ¿Por qué se obtienen muchos elevados al emplear el UMELISA 17 OH Progesterona?
La 17 OH Progesterona puede incrementarse en diferentes momentos: partos por cesáreas y distócicos, recién nacidos prematuros y bajo peso,  y en las primeras horas de vida del recién nacido. En estos casos se recomienda emplear niveles de corte según tiempo de toma de la muestra, peso y edad gestacional, ya que el nivel de corte de la literatura interna del ensayo puede encontrarse referenciada con un solo valor de referencia de “ELEVADO”, al emplear una población de recién nacidos con un tiempo de colecta de muestra a una fecha determinada.

30. ¿Por qué se hidroliza espontáneamente el sustrato?
Las razones se basan en el contacto del mismo con agua, exposición a la luz, contacto de materiales fluorescentes con el recipiente, así como puntas contaminadas que se emplean en su preparación, agua presente en los pocillos de la placa de reacción y la dilución de éste horas antes de su empleo. Ante la sospecha de hidrólisis de substrato, el analista puede  verificar  sus  valores de fluorescencia una vez preparado el mismo, cargando 10 microlitros del sustrato diluido 1:10, se dispensa en un tira de ultramicroelisa y se procede a leer por la opción de Fluorescencia del Sistema Fotómetro. Los valores obtenidos deben  ser iguales ó inferiores a 2 unidades de fluorescencia. Los valores por encima de 2UF significan que el sustrato esta deteriorado (hidrolizado, contaminado y/o vencido) y no debe usarse.

31. Una vez que se inicia el desarrollo de una técnica UMELISA ¿puede ser interrumpida?
La interrupción puede efectuarse en algunos pasos de la reacción antígeno-anticuerpo y después de culminado el ciclo de lavado, excepto en el UMELISA Dengue IgM PLUS después de lavar el antígeno. Una vez aplicado el substrato no existen interrupciones, se procede a la lectura final en el momento indicado. Cuando ocurra esta interrupción la placa debe permanecer lavada y conservada sin reactivo, en una cámara húmeda no más de 1 hora a temperatura ambiente.

32. ¿Es posible salvar las lecturas realizadas en una corrida si después de leída la placa, nos percatamos que el ensayo está mal configurado?
Sí. Lo que se debe hacer es configurar los parámetros del ensayo en cuestión, actualizando el número de lote, valor de concentración de los calibradores, límite inferior y superior del suero control interno, ajuste de la curva de calibración, nivel de corte y finalmente recalcular la placa con el icono habilitado  al efecto en el SRS.

33. Se pueden incubar las muestras y resto de los reactivos por un tiempo mayor de lo especificado en el instructivo de trabajo ?
No. El ensayo esta estandarizado para obtener una determinada señal de fluorescencia de los controladores internos a un tiempo establecido en todos los pasos de la reacción antígeno/anticuerpo. En el paso final de la reacción enzima/sustrato es cuando cada laboratorio debe ajustar sus tiempos de lectura de acuerdo a la temperatura ambiental existente.

34. ¿Cuáles son las causas más frecuentes de obtención de curvas con valores altos de fluorescencia en el UMELISA TSH?
Las causas que favorecen la obtención de valores altos en la curva del UMELISA TSH NEONATAL son: temperatura de la incubadora mayor de lo establecido,  mayor tiempo de incubación del indicado en los pasos, temperatura ambiental mayor de 25 °C, disminución del volumen  y de la cantidad de ciclos de lavado, incorrecta preparación del conjugado, en este caso más concentrado, contaminación de los peines del lavador y empleo de cámaras que no estaban húmedas.

35. ¿Cuáles son las causas más frecuentes de obtención de curvas con valores bajos de fluorescencia en el UMELISA TSH?
Los valores bajos de fluorescencia en una placa del UMELISA TSH Neonatal están relacionados con: menor tiempo del indicado en los pasos de  incubación, temperatura  de la incubadora por debajo de 37 ºC,  calibradores y tiras del ensayo no se guardaron en una bolsa con la sílica gel y herméticamente cerradas, conjugado con menor actividad debido a su conservación por tiempo prolongado a temperaturas mayores de 8 ºC, preparación de un conjugado más diluido, no homogenización del eluato en el momento de transferir a la placa de reacción y  menor volumen de transferencia a la misma.

36. ¿Por qué no debe haber producción de espuma en la preparación de los reactivos?
Parte de estas soluciones contienen agentes que propician la formación de espuma, esto puede provocar errores a la hora de su preparación y durante el enrase en una probeta. Durante su preparación es necesario que las soluciones se añadan por la pared del recipiente para favorecer la no ocurrencia de la misma.

37. ¿Se pueden compartir reactivos entre lotes diferentes de un mismo reactivo?
No. Pues cada lote trae su propia titulación y se efectúan  pruebas analíticas empleando como referencia el juego completo de placas, conjugado y calibradores.

38. ¿Por qué no eluye una muestra de sangre seca colectada en papel de filtro?
Una mala calidad de la muestra puede propiciar lo anterior; por exposición al calor durante el secado, conservación y/o traslado ó conservación de la misma por varios meses fuera de congelación.

39. ¿Por qué se usa la cámara húmeda?
La cámara húmeda funciona como un aditamento para garantiza la humedad en los pasos de incubación de las muestras y evitar de esta forma la disminución del volumen de reacción por evaporación.

40. ¿Qué sucede  si no se configura el ensayo con el lote que es?
La no actualización de los parámetros de los ensayos es una violación de las buenas prácticas de laboratorio, este dato debe quedar registrado en las hojas de resultados para testificar el empleo del lote y obtener resultados confiables.
Sin embargo, existen otros parámetros de actualización en el software de cada técnica que sí influyen en la validación del ensayo y en los resultados del paciente; el nivel de corte, concentración de los calibradores, tipo de curva y límite inferior/superior del suero control interno. Por lo que se sugiere revisar estos parámetros con cada lote empleado en el laboratorio.

Si no se configuran en el software estos datos del lote, se pueden actualizar después de leídas las placas y recalcular las mismas.

41. ¿Se puede  efectuar el lavado de las placas de forma manual?
El lavado de forma manual  puede efectuarse en caso de alguna emergencia, por algún desperfecto del lavador. La eficacia del lavado no es igual; pero garantizamos no perder el trabajo. El lavado manual se realiza: aspirando el contenido de las muestras con una pipeta, cambiando cada punta por pocillo ó sacudir de una vez el contenido sobre un papel de filtro, posteriormente con una pipeta multicanal dispenso 28 microlitros de la solución de lavado (R1) en cada pocillo y espero 30 segundos, acto seguido sacudo el líquido sobre un papel de filtro y repito la operación según ciclos requiera la técnica.